Методические рекомендации Иркутск, 2010 ббк 53. 45+51. 1(2)28 С42 Утверждено Методическим советом игиува

Штрих-кодирование направления и вакуумных контейнеров

Направление и вакуумный контейнер кодируются штрих-кодами с одной ленты. На ленте находится 3 штрих-кода. Один штрих-код (любой из 3-х) наклеивается на лицевую сторону направления в правом верхнем углу. Остальные – на вакуумные контейнеры. Неиспользованный штрих-код (в случае, когда вакуумных контейнеров меньше 2-х) – выбрасывается. Не используйте его для идентификации другого пациента! Также нельзя использовать оставшиеся штрих-коды для идентификации этого же пациента при повторном заборе крови в другой день.

Если вакуумных контейнеров больше 2-х – заполняется новое направление. Крайне желательно на вакуумных контейнерах подписывать фамилию пациента – на этикетке есть специальное место. Штрих-код наклеивается на вакуумный контейнер вдоль пробирки, линии штрих-кода должны быть параллельны горлышку пробирки. В вакуумном контейнере должна оставаться открытой зона, на которой нет наклейки. Это необходимо для наблюдения за качеством образца. Сквозь прозрачную стенку вакуумного контейнера прослеживается наличие гемолиза, липемии и контролируется правильность центрифугирования пробирок с разделительным гелем.

Заполнение бланка направления

Дополнительно при поступлении биологического материала пациента образцу присваивается лабораторный номер, ежедневно начинающийся с единицы.

Бланк направления, независимо от того, предназначен ли он для автоматического считывания и ввода в ЛИС, или для визуального ознакомления в КДЛ, должен быть заполнен четко и соответствовать стандарту, ограничивающему ошибки человеческого фактора.

Неправильно заполненные бланки, содержащие рукописные записи, исправления, отметки в ненадлежащих местах, в большинстве случаев просто не могут быть приняты в работу.

Для правильной идентификации пациента и назначенных ему исследований необходимо соблюдать следующие правила:

1. 
   Если вы не нашли нужное исследование в списке бланка значит оно не выполняется в КДЛ. Не нужно дописывать его от руки, такая отметка будет проигнорирована в случае использования в КДЛ автоматического считывания направлений.
   
2. 
   Пожалуйста, ничего не прикрепляйте к бланкам направлений (скрепки, стикеры и т.д.). Бланк поступает в штрих-сканер и может его повредить.
   
3. 
   Не используйте ксерокопии бланков. Они плохо считываются штрих-сканером. Необходимым количеством бланков и штрих-кодов КДЛ должна обеспечивать своих контрагентов в соответствии с заранее поданной заявкой.
   
4. 
   Бланки направлений нельзя мять, сгибать и сворачивать в трубочку.
   
5. 
   Не нужно зачеркивать неиспользуемые поля, просто оставляйте их чистыми.
   
6. 
   Дата и время забора крови в бланке указываются в следующем порядке: (число, месяц), (часы, минуты).
   
7. 
   При заказе исследований методом ПЦР необходимо указывать название биологического материала (кровь, моча и др.)
   
8. 
   Штрих-код в бланк наклеивать строго в очерченный квадрат, криво наклеенный штрих-код не считается штрих-сканером при автоматическом считывании.
   
9. 
   Заполняется направление шариковой, капиллярной или гелиевой ручками, ЧЕРНЫМИ или ТЕМНО-СИНИМИ чернилами, ЗАГЛАВНЫМИ ПЕЧАТНЫМИ БУКВАМИ. Образец заполнения должен находиться на лицевой стороне направления внизу страницы.
   
10. 
    Если по ошибке была поставлена ненужная отметка, её нужно исправить, воспользовавшись корректором, замазать белой краской или полностью закрасить квадрат с меткой чернилами.
    
11. 
    После назначения всех исследований в поле «Общее количество отметок» указать общее число заказанных исследований. Не нужно зачеркивать неиспользуемые клеточки. Либо оставляйте их пустыми, либо число пишите с нулями впереди, например, «001».
    
12. 
    Печать ЛПУ ставить не требуется. Личная печать врача – обязательна! Нельзя ставить печать на поля для заполнения. Это мешает автоматическому считыванию.
    
13. 
    Поля, обязательные для заполнения:
    

• 
  Ф.И.О., дата рождения (полностью!).
  
• 
  Данные полиса ОМС (серия, номер, номер договора, наименование страховой медицинской организации).
  
• 
  Пол.
  
• 
  Физиологическое состояние (срок беременности, например).
  
• 
  Общее количество отметок «галочек».
  

14. 
    Для заказа исследований, необходимо в клеточке напротив назначаемого исследования поставить V или Х. Указанные знаки не должны выходить за пределы клеточки.
    

При отсутствии или некорректном заполнении данных полей направление в работу не принимается и исследования не выполняются.

Ниже на рисунке 5 приводится в качестве примера бланк направления отдела лабораторной диагностики Иркутского областного клинического консультативно-диагностического центра (ИОККДЦ). Можно руководствоваться в качестве образца бланками Независимой лаборатории ИНВИТРО (https://www.invitro.ru/doctors/directed-forms.php).

Как избежать ошибок при взятии крови

Преимущества вакуумных систем взятия крови

1. Безопасность персонала на всех этапах подготовки, взятия, хранения, транспортировки и обработки образца.

2. Быстрота взятия крови (на одну пробирку затрачивается 5-10 секунд - возможность набрать кровь в две и более пробирки согласно сделанным назначениям за очень короткий промежуток времени).

3. Безопасность пациента – использование одноразовых пробирок и игл.

4. Взятие крови непосредственно в закрытую пробирку предотвращает случайное разлитие биоматериала.

5. Силиконовое покрытие игл предотвращает тромбообразование.

6. Удобно транспортировать – даже при переворачивании контейнера или штатива с пробирками крышки не откроются.

7. Наличие переходников к системам Люер позволяют избежать повторных венепункций для введения внутривенно лекарственных препаратов.

8. Стандартная маркировка пробирок позволяет быстро и четко рассортировать их по отделам внутри лаборатории.

9. Совместимость с любыми автоматическими анализаторами - возможность работать из первичной пробирки снижает временные затраты медперсонала.

10. Персонал лаборатории не должен вручную расфасовывать антикоагулянты по пробиркам.

11. Пробирки легко центрифугируются без дополнительной необходимости «обводить» кровь.

12. Центрифугирование с закрытой пробкой позволяет избежать воздушно-капельного распыления микрочастиц крови при открытии центрифуги.

13. Максимальное снижение возможной преаналитической ошибки: четко дозированный вакуум позволяет соблюсти точное соотношение кровь/ реагент (антикоагулянт).

14. Каждая пробирка набирает строго заданный объем крови.

15. Наличие на каждой пробирке бумажной этикетки позволяет маркировать биоматериал обычными ручками или фломастерами.

16. Широкий спектр наполнителей для различных видов анализов обеспечивает более длительное сохранение исследуемых показателей.

17. Возможность использования пробирок при работе с автоматическими анализаторами.

18. Простота утилизации (автоклавирование).

19. Благоприятное впечатление, которое производит на пациента, манипуляция с использованием названных систем. Соблюдение всех правил и неукоснительное следование инструкции по применению позволит в каждом лечебном учреждении повысить качество лабораторных исследований и сократить число повторных назначений анализов.

Обучение медицинского персонала технике взятия крови с помощью вакуумных систем обязательно и должно находиться под контролем врачей клинической лабораторной диагностики. Наряду с известными производителями систем забора крови «Becton Dickinson», США; «Greiner Bio One GmbH», Австрия; «Terumo Europe N.V.», Бельгия; «Sarstedt AG&Co», Германия и др. предлагают свою продукцию более десяти новых компаний, включая Китай.

Рис. 5. Формализованный бланк направления на клинико-лабораторные исследования в ИОККДЦ.

Характеристика вакуумных контейнеров для взятия образца крови

Маркировка вакуумного контейнера для взятия крови

По статистике неправильный выбор вакуумного контейнера лишь в 12,2 % случаев становится причиной ошибок в диагностике, в отличие от числа ошибок, которые возможны при неправильной идентификации образца. Тем не менее, проблема останется, если не уделить ей должного внимания. Практически все руководство к использованию вакуумного контейнера представлено на этикетке, сопровождающей вакуумную систему любой фирмы. В качестве примера на рисунке 6 представлена этикетка вакуумной системы типа «вакуэтт» австрийской компании «Greiner».

Для того чтобы быть уверенным в правильности выполнения исследования, важны следующие характеристики образца:

1. Кровь должна наполнять контейнер до риски наполнения (это происходит автоматически, когда заполняется вакуум в пробирке). По истечении срока годности пробирки, в неё попадает воздух, и она не полностью заполняется кровью, что сказывается на соотношении кровь/антико­агу­лянт;

2. Кровь должна забираться в пробирку с теми наполнителями и реагентами, которые предопределены для выполнения анализа тех или иных аналитов.

3.Если пробирка имеет гелевый наполнитель, очень важна маркировка «Запрет на повторное центрифугирование».

Основные условия, которым соответствует забор крови в вакуумные контейнеры при правильном их использовании:

• 
  Отсутствие тромбов.
  
• 
  Отсутствие гемолиза.
  
• 
  Правильное соотношение крови и реагента.
  
• 
  Отсутствие контаминации образца.
  

Виды вакуумных контейнеров для взятия крови

Взятие крови осуществляется в вакуумные контейнеры, строго соответствующие заказанным исследованиям, отмеченным в направлении. Вакуумные пробирки являются значительно более сложными устройствами, чем обычно представляет персонал клинических лабораторий. Включая многочисленные реагенты (добавки, наполнители), стеклянные или пластмассовые пробирки влияют на формирование сгустка, на взаимодействие с поверхностью пробирок, могут выделять вещества в образец или адсорбировать аналиты из образца.

При выборе вакуумных систем важно учитывать целый ряд факторов, таких как вид материала, из которого изготовлены пробирки, и виды добавок. Пластмассовые пробирки обладают рядом преимуществ, по сравнению со стеклянными. Они дешевле, не бьются, имеют меньший вес, лучше подходят для автоматических систем обработки образцов крови и удобны при утилизации. А выбор добавок важен для адекватности выполнения заказанного исследования.

Виды наполнителей вакуумных контейнеров для взятия крови

• 
  Для исследования сыворотки - с активатором свертывания, с тромбином, с активатором свертывания и разделительным гелем.
  
• 
  Для исследования плазмы - с литий-гепарином, с натрий-гепарином, с аммоний-гепарином, с литий-гепарином и разделительным гелем.
  
• 
  Для исследования цельной крови - с солями ЭДТА (К2-ЭДТА, К3-ЭДТА).
  
• 
  Для исследования плазмы - с К2-ЭДТА и разделительным гелем.
  
• 
  Для выделения мононуклеаров - с натрий-гепарином, цитратом натрия, с раствором фи-колл-гипак и разделительным гелем.
  
• 
  Для исследования свертывающей системы - с раствором цитрата натрия (3,2 и 3,8 %), с раствором СТАD.
  
• 
  Для исследования гормонов - с ингибиторами протеолитических ферментов.
  
• 
  Для исследования глюкозы - с ингибитором гликолиза и антикоагулянтом.
  
• 
  Для определения групп крови - с раствором ACD.
  
• 
  Для исследования микроэлементом - без наполнителей, с натрий-гепарином.
  
• 
  Для исследования СОЭ - с раствором цитрата натрия.
  

Порядок взятия крови в вакуумные системы

Ещё одним важным моментом при работе с разными типами пробирок является порядок взятия крови на исследования, показанный на рисунке 7.

Пробирки для постановки теста на стерильность крови всегда должны быть первыми. Пробирки для коагулологии могут быть первыми при взятии крови только для рутинных тестов (протромбиновое время и АЧТВ).

Всегда выполняйте эту последовательность взятия крови в пробирки.

Рис. 7. Рекомендации по порядку взятия крови при работе с пробирками типа «Вакуэтт».

Качество образца для анализа естественно зависит от всех выше представленных факторов, но есть и ещё ряд процедур, которые оказывают на качество образца не меньшее, а может быть и большее влияние. К таким процедурам относятся:

• 
  условия взятия образца;
  
• 
  условия транспортировки образца;
  
• 
  условия хранения образца.
  

Правила взятия образца крови:

• 
  Никогда не следует брать кровь из сосуда, расположенного проксимально месту инфузии. Пробу следует брать из другой руки, в вену которой не проводилось вливание лекарственных препаратов.
  
• 
  Если пробы берут из венозных или артериальных инфузионных катетеров, канюлю следует промыть изотоническим солевым раствором. Прежде чем взять пробу, следует выбросить первые 5 мл крови, полученной из катетера.
  
• 
  Взятию пробы должна предшествовать фаза отдыха. Психический стресс приводит к увеличению концентрации ряда гормонов, альбумина, фибриногена, глюкозы, инсулина, лактата и холестерина.
  
• 
  Положение тела, время дня и длительность наложения жгута должны быть одинаковыми. Положение тела должно быть сидя или лежа (повышение некоторых аналитов при перемещении из положения лежа в положение стоя).
  
• 
  Следует избегать повторного сжимания и разжимания кулака.
  
• 
  Длительность наложения жгута не должна быть более одной минуты.
  
• 
  Рекомендуется брать вдвое больше крови, чем нужно для анализа.
  

(В ИДЦ эти условия введены в ЛИС и контролируются автоматически).

• 
  Взятие крови с использованием ЭДТА и последующее быстрое замораживание плазмы является адекватным способом сохранения нестабильных гормонов белковой природы, таких как АКТГ, например.
  
• 
  Если используется плазма, обработанная лития гепарином, натрия цитратом или натрия фторидом/калия оксалатом, полученные значения некоторых аналитов могут быть снижены приблизительно на 25 %. Это необходимо учитывать при выборе вакуумных контейнеров. Желательно пользоваться вакуумными контейнерами одних производителей и с одинаковыми наполнителями во избежание интерференции результатов исследования.
  
• 
  Взятие проб должно выполняться через 12 часов после последнего приема пищи.
  
• 
  Взятие образцов рекомендуется производить при сниженной физической активности.
  
• 
  Взятие проб должно выполняться до проведения диагностических и лечебных процедур, способных оказать влияние на результаты теста.
  
• 
  В случае проведения лекарственного мониторинга следует учитывать наличие пика концентрации после введения лекарственного препарата и фазу устойчивого состояния перед введением следующей дозы препарата.
  
• 
  Анализ пробы, взятой не во время, может быть хуже, чем отсутствие анализа вообще!!!! Проба, результат анализа которой поступает слишком поздно, взята напрасно!!!!
  
• 
  Интервал времени от момента взятия пробы крови до ее центрифугирования не должен быть меньше 30 минут и больше 2 часов. Всегда следует отмечать точное время взятия пробы в соответствующих документах. В ИДЦ эти условия введены в ЛИС и контролируются автоматически.
  
• 
  Кровь с антикоагулянтами нужно немедленно центрифугировать (плазма), а без антикоагулянтов оставить на 30-45 мин, а затем центрифугировать (сыворотка).
  
• 
  Взятие крови производится в пункте дистанционного забора натощак, утром в период с 07.00 до 10.00 часов, дипломированной процедурной медсестрой, получившей подготовку по работе с вакуумными системами забора крови в ИДЦ. Кровь на анализы, для которых время суток не имеет значения, например, ПЦР - анализ, берется до 15 часов
  
• 
  При использовании пробирок с разделительным гелем для сыворотки или плазмы необходимо исключить повторное центрифугирование после хранения проб в холодильнике. Это ведет к заметному повышению концентрации компонентов клеток (калий, неорганический фосфат, ЛДГ).
  
• 
  Для определения разных аналитов необходимо индивидуально подходить к выбору образца для анализа.
  

Преимущества плазмы перед сывороткой

1.Экономия времени (исключается ожидание свертывания крови, время центрифугирования может быть сокращено за счет увеличения скорости вращения ротора).

2. Больший выход материала для исследования (из цельной крови может быть получено плазмы на 15-20 % больше, чем сыворотки).

3. Практически отсутствует интерференция, связанная с последующим свертыванием (в сыворотке может произойти свертывание после центрифугирования, чего не происходит в плазме)

4. Результаты исследования плазмы более точно отражают состояние in vivo, чем анализ сыворотки.

5. Меньший риск образования гемолиза и тромбоцитолиза (у здоровых людей содержание в плазме свободного гемоглобина почти в 10 раз меньше, чем в сыворотке). В плазме тромбоциты остаются интактными in vitro, отсутствует ложная гиперкалиемия, как в сыворотке.

Недостатки плазмы по отношению к сыворотке:

Картина разделения белков при электрофорезе будет изменена. Фибриноген появляется в виде пика в районе расположения гамма-глобулинов и может маскировать М-градиент.

Метод-зависимая интерференция. Антикоагулянты в качестве потенциальных комплексообразующих веществ и ингибиторов ферментов могут вызвать метод-зависимую интерференцию. Каждая новая методика должна быть изучена на предмет возможности интерференции антикоагулянта (см. информацию в инструкциях по тестам).

Интерференция катионов. При использовании гепарина может возникать интерференция лития и аммиака с методами их определения.

Процедура взятия венозной крови с помощью вакуумной системы

Взятие венозной крови на исследования производится с помощью вакуумных закрытых систем. Система вакуумного взятия крови аналогична шприцу с использованием вместо движения поршня перепада давления благодаря вакууму в пробирке. После взятия крови иглу удаляют, а на место прокола прикладывается спиртовая салфетка, которая должна быть зафиксирована до полного прекращения отделения капель крови.

Чтобы после венепункции не появилась гематома надо четко следовать советам медицинского персонала, осуществляющего взятие крови на исследование - прижать указательным пальцем смоченный в спирте тампон и держать руку согнутой в локте в течение 5-10 минут. Если гематома все же возникла, рекомендуем применить слабо-спиртовые компрессы или компрессы с рассасывающими мазями.

Для венепункции необходимо:

1. Выбрать пробирки, соответствующие заявленным тестам, приготовить иглу, иглодержатель, спиртовые салфетки, пластырь (рис. 8-10).

Рис. 8. Вакуэтт. Рис. 9. Иглодержатель. Рис. 10. Игла двухсторонняя.

2. Взять иглу и снять защитный колпачок с нее (если используется двусторонняя игла – снять защитный колпачок серого цвета) (рис. 11).

Рис. 11.
3. Вставить иглу в иглодержатель и завинтить до упора (рис. 12).



Рис. 12.
4. Наложить жгут, обработать место прокола спиртовой салфеткой.



Рис. 13.
5. Снять колпачок с другой стороны иглы и ввести иглу в вену (если используется двусторонняя игла) (рис. 13).

6. Вставить заранее приготовленную пробирку в иглодержатель до упора и удерживать ее, пока кровь не перестанет поступать в пробирку.

При этом игла прокалывает резиновую мембрану и резиновую заглушку в крышке пробирки - образуется канал между пробиркой с вакуумом и полостью вены. Кровь проходит в пробирку, пока не компенсирует созданный в пробирке вакуум (если кровь не идет - это значит, что игла прошла вену насквозь - в этом случае нужно немного вытянуть иглу (но не вынимать!), пока кровь не пойдет в пробирку). Точность заполнения пробирки составляет ± 10 % от номинального объема. Для визуального контроля уровня заполнения на этикетке имеется риска (рис. 14).



Рис. 14.

7. Извлечь пробирку из держателя. Резиновая мембрана возвращается в исходное положение, перекрывая ток крови по игле (рис. 15).

Если это необходимо, в иглодержатель вставляется ряд других пробирок с целью получения нужного объема крови для различных исследований. Повторно вводить иглу в вену для этого не нужно. Если необходимо взять кровь в несколько пробирок, повторить процедуры № 6-7.


Рис. 15.
8. Извлечь иглу из вены и снять ее с иглодержателя, используя специальный контейнер для игл.

9. Аккуратно перевернуть пробирку 8-10 раз. Не встряхивайте пробирку: резкое смешивание может вызвать пенообразование и гемолиз!

Типичные ошибки, возникающие при работе с вакуумными контейнерами

1. Кровь не поступает в пробирку.

Возможные причины: конец иглы вплотную прилегает к стенке вены; игла проколола вену насквозь; игла не полностью вошла в вену; жгут затянут слишком туго или намного выше места взятия крови.

Способ решения проблемы: аккуратно повернуть иглу, не вынимая иглу из вены; аккуратно потянуть иглу вместе с иглодержателем, не вынимая иглу из вены; аккуратно надавить на иглу вместе с иглодержателем, не вынимая иглу из вены; снять жгут; заменить пробирку на новую (пробирка уже использовалась либо была предварительно открыта, либо пробка пробирки была проколота до того, как игла вошла в вену).

2. Ток крови быстро прекращается, не наполнив пробирку.

Возможные причины:

• 
  Пробирка была слишком быстро снята с иглы и вынута из держателя.
  
• 
  Всасывание крови в пробирку слишком быстро для вены (коллапс вены).
  
• 
  Игла повредила вену в процессе венепункции или игла прошла вену насквозь.
  

Способ решения проблемы: вставить пробирку обратно на иглу и оставить до тех пор, пока в пробирке полностью не компенсируется вакуум (наполнив пробирку, ток крови прекратится); вытащить пробирку из держателя на секунду, а затем снова ее вставить; повторить венепункцию в другом месте, где нет гематомы.

3. Гемолиз крови в пробирке.

Возможные причины:

• 
  Слишком сильное сдавливание вены (больше 1 минуты).
  
• 
  Перенос крови в пробирку с помощью шприца.
  
• 
  Слишком интенсивное перемешивание образца.
  
• 
  Пробирка неадекватно заполнена.
  

Способ решения проблемы: наложить жгут не более, чем на 1 минуту; использовать специальные двусторонние иглы для вакуумных пробирок; аккуратно перевернуть пробирку 6-8 раз.

После забора крови процедурная медсестра должна указывать время и дату забора крови и ставить свою подпись в направлении. В ИОККДЦ эти условия введены в ЛИС и контролируются автоматически.

Центрифугирование образцов крови

Центрифугирование свернувшейся крови для получения сыворотки или плазмы производится в течение 10-15 минут при ускорении от 1000 до 2000 g. Для получения плазмы, свободной от тромбоцитов, требуется центрифугирование в течение 15-30 минут по 2000-3000 g. При исследовании свертывания цитратную цельную кровь следует центрифугировать при 2000 g в течение 15 минут. Температура от 20-22 ⁰С.

Образцы не должны подвергаться повторному центрифугированию после отбора проб сыворотки или плазмы.

Образцы, взятые в пробирки с разделительным гелем, никогда не следует подвергать повторному центрифугированию.

Убедитесь, что пробирки вставлены в ротор таким образом, что крышка не опирается на стенки стакана центрифуги, иначе крышка может соскочить с пробирки.

Визуальный контроль адекватности центрифугирования перед проведением анализа представлен на рисунке 16.


Рис. 16. Визуальный контроль центрифугирования образцов крови. Слева направо: недостаточная скорость центрифугирования; достаточная скорость центрифугирования.

Расчет ОЦС

ОЦС измеряется относительно дна пробирки при ее горизонтальном положении (ротор центрифуги имеет свободно вращающиеся головки).

Для расчета ОЦС используется следующая формула:

ОЦС = 1,118 х 10-5 х rpm² х r (см), где rpm — количество оборотов в минуту, а r — радиус.

Пример расчета: 1,118 х 16 (см) х (3000)² (об/мин) :100000 = 1609,9g

Примечание: радиус измеряется от центра вращения до дна пробирки при ее максимально удаленном расположении.

Характеристика образцов крови после центрифугирования

Аликвоты из первичной пробирки должны обрабатываться в соответствии с теми же правилами, что и первичная проба, в отношении их идентификации, условий хранения и правил безопасности.

Для предупреждения контакта с кровью разделение первичной пробы следует избегать, насколько это возможно.

Процесс обработки проб облегчается при использовании пробирок с разделительным гелем.

Влияние примеси тромбоцитов, вызванное недостаточным временем центрифугирования и центробежной силой, применительно к гепаринизированной крови. Пробы плазмы с примесью тромбоцитов дают ложное завышение результатов.

Основные критические этапы перекрестного загрязнения проб (при использовании стеклянной центрифужной пробирки) составляют около 60 % ошибок на внелабораторном этапе, даже при заборе крови в вакуумную систему. Поэтому обращаем особое внимание на процессы, связанные с аликвотированием образцов.

Угрозу ложно-положительного или ложно-отрицательного результатов при аликвотировании образцов представляют:

• 
  Грязная пробирка.
  
• 
  Использование одной стеклянной палочки для обведения сгустка.
  
• 
  Использование «пастеровской» пипетки для переноса образца во вторичную пробирку.
  
• 
  Многократное использование одноразовых наконечников для переноса образца во вторичную пробирку.
  
• 
  Многократное использование пробирок для хранения аликвот.
  

Хранение и транспортировка образцов крови

Нельзя хранить цельную кровь! Кровь должна быть центрифугирована через 30-45 минут после взятия в пункте дистанционного забора крови. Или пробы крови должны быть доставлены в лабораторию в течение 45 минут после взятия крови, чтобы центрифугирование и разделение пробы было выполнено в течение 1 часа.

• 
  Избегайте влияния гликолиза для сохранения стабильности глюкозы, лактата и рН (гликолиз может быть предотвращен добавлением ингибитора в комбинации с антикоагулянтом).
  
• 
  Избегайте воздействия света (падение уровня билирубина, витамина-С, порфиринов, креатинкиназы и фолиевой кислоты).
  
• 
  Предотвратите контакт с воздухом (заметное увеличение концентрации нелетучих компонентов).
  
• 
  Для исследования определенных аналитов пробы не должны замораживаться (см. инструкции).
  
• 
  Правильное оттаивание образца позволяет избежать ошибок (создаются градиенты концентраций, концентрированные растворы оттаивают первыми и затем опускаются вниз по стенкам сосуда). После оттаивания сосуд с пробой следует перевернуть несколько раз, избегая образования пены!
  
• 
  Хранение проб должно обеспечить их быструю реидентификацию, для проведения подтверждающих тестов.
  
• 
  Избегайте воздействия прямого солнечного света, особенно при высоких температурах (около +50 °С).
  
• 
  Храните пробирки при температуре +4°- +25 °С.
  
• 
  Избегайте складирования вблизи отопительных приборов.
  
• 
  При транспортировке избегайте температур ниже –15 °С и выше+40 °С.
  
• 
  Избегайте хранения при температуре ниже 0 °С – особенно пробирок для сыворотки, содержащих гель. Если пробирки хранились ниже 0 °С, то перед использованием их необходимо хотя бы два дня подержать при комнатной температуре.
  

Индивидуальные условия забора крови

АКТГ может быть стабилизирован только помещением контейнера с образцом на лед немедленно после взятия крови, и пробирки должны быть подвержены быстрому центрифугированию (в центрифуге с охлаждением при 4 °С). Сыворотка для определения АКТГ хранится в замороженном виде до исследования.

Быстрая подготовка образца (не более 4 часов при 15-25 °С). Особенно критично продление подготовки для инсулина, С-пептида, паратгормона, но это желательное условие для всех аналитов.

Разрешается только однократное замораживание образцов. Исключение: РЭА, общий P1NP, ВИЧ комби, HIV Ag, Anti-HAV, Anti-HBe, Анти-HBc IgM.

Размороженные пробы или содержащие осадки пробы, используемые для повторных исследований, необходимо центрифугировать перед проведением анализа.

Перед измерением необходимо довести сыворотки пациентов, калибраторы и контроли до температуры окружающей среды 20 – 25 °С.

Литература

1. 
   Обеспечение качества в лабораторной медицине: учеб. пособие /Долгов В.В. [и др.]. М.: Кайрон Диагностикс, 1997. 88 с.
   
2. 
   Мошкин А.В., Долгов В.В. Обеспечение качества в клинической лабораторной диагностике: практ. рук. М.: Медиздат, 2004. 216 с.
   
3. 
   Процедура взятия венозной крови с помощью вакуумной системы.URL: https://www.dc.baikal.ru/img/price/0/indexfile04.doc (15 ноября 2007).
   
4. 
   Пробы: от пациента до лаборатории. Влияние факторов преаналитического этапа на качество результатов лабораторных исследований /Гудер В. Г. [и др.]. 2 изд. Мюнхен: GIT VERLAG, 2001.
   
5. 
   Кишкун А.А. Клиническая лабораторная диагностика: учеб. пособие для медицинских сестер. М. ГЭОТАР-Медиа, 2008. 718с.
   
6. 
   Меньшикова В. В.Обеспечение качества лабораторных исследований. Преаналитический этап: справочное пособие. М.: Юнимед-пресс, 2003.
   
7. 
   Скворцова Р.Г, Кузьменко В.В., Ушаков И.В. Преаналитический этап при централизации клинико-лабораторных исследований: учеб. пособие. Иркутск, 2009. 92с.
   

Р. Г. Скворцова, И.А. Мирошниченко, В.В. Кузьменко


Долабораторная часть преаналитического этапа клинико-лабораторных исследований

Методические рекомендации

Корректор Ю.Н. Семёнычева

Оператор электронной вёрстки А.В. Зайцев

Подписано в печать 6.07.10. Формат 60x84 1/16. Гарнитура Arial.

Бумага SvetoCopi.Усл. п. л. 1,8. Уч.-изд. л. 1,3. Тираж 100. Заказ 1/119.
Отпечатано в РИО ИГИУВа. 664079, г. Иркутск, м-н Юбилейный, 100, к. 302.

Тел. (3952) 46-69-26. E-mail: igiuvpress@yandex.ru

Каталог: asld -> docs -> Obzor
Obzor -> Список сокращений
docs -> Эпителиальные клетки плазматические клетки
docs -> При бронхитах в мокроте обнаруживают: кристаллы гематоидина эластические волокна
Obzor -> Постановление 30 мая 2003 г. N 105 о введении в действие санитарно-эпидемиологических правил и нормативов санпин 1333-03
Obzor -> 3 история открытия пцр и разработка метода пцр 7 Механизм полимеразной цепной реакции 9
Obzor -> Что нам даёт определение специфических IgG-антител к пищевым аллергенам

Скачать 3.49 Mb.

Поделитесь с Вашими друзьями: